Artykuł opublikowany w Implantoprotetyce 2009; 1.

W przebiegu gojenia kości rozróżnia się procesy resorpcji (degradacji) i osteogenezy (odbudowy), przy czym obydwa te procesy przebiegają równolegle i określane są mianem przebudowy kości (remodelling). Przewaga jednego z tych procesów decyduje, czy ostatecznym rezultatem klinicznym jest powstanie nowej tkanki kostnej, tj regeneracja kości, czy też jej destrukcja prowadząca do ubytków struktur kostnych. Poimplantacyjne gojenie kości, tzw. wgajanie implantów, przeszczepów kostnych i materiałów kościozastępczych, a w tym tworzenie nowej tkanki kostnej – podlega zasadniczo tym samym procesom biologicznym, których znajomość decyduje o doborze metody leczniczej w celu uzyskania pozytywnego rezultatu przeprowadzonych zabiegów.

Poimplantacyjnych procesów biologicznych zachodzących w strukturach kostnych nie można jednak rozpatrywać w oderwaniu od tych, które składają się na pooperacyjne gojenie tkanek miękkich. Dlatego w niniejszym artykule łączne ich przedstawienie uznano za celowe. Pominięto natomiast specyficzne procesy, jakie zachodzą w bezpośrednim kontakcie powierzchni implantu z kością, gdyż będzie to przedmiotem specjalnego opracowania poświęconego zjawiskom kostnej integracji filarowych wszczepów tytanowych po ich śródkostnej implantacji.

PROCESY DEGRADACJI PROWADZĄCE DO UBYTKÓW STRUKTUR KOSTNYCH

Początków procesu resorpcji kości należy upatrywać w osteocytach, ponieważ osteopontyna działa chemotaktycznie na komórki prekursorowe osteoklastów powodując wzrost ich liczby [1]. Jednocześnie makrofagi, pobudzane przez czynniki stymulujące, przekształcają się w osteoklasty, których zwiększona aktywność wywołuje postępującą resorpcję organicznej i nieorganicznej matrycy kostnej. Stwierdzono np., że w ten sposób, w ciągu jednego dnia za sprawą jednego osteoklastu degradacji może ulec 100 µm organicznej i nieorganicznej matrycy kości [2]. Stopień degradacji nieorganicznej matrycy kości zależy w dużej mierze od poziomu pH w mikrośrodowisku osteoklastów. Poprzez wymianę jonów H+ i Cl- osteoklasty wytwarzają pozakomórkowe kwaśne środowisko o poziomie pH 4.5, które powoduje degradację mineralnych składników matrycy kości [3]. Natomiast przyczyną degradacji organicznej matrycy kości jest uwalnianie z osteoblastów m.in. katepsyny, której wzmożone oddziaływanie powoduje rozluźnienie sieci kolagenowej [5].

Z punktu widzenia obciążeń protetycznych, proces degradacji kości wyrostków zębodołowych może być wynikiem ciągłego nacisku zgryzowego poprzez protezę stałą, wynoszącego 3,4-6,9 kPa, i przerywanego nacisku, wynoszącego od 19,6 kPa [6]. natomiast ciągły nacisk spowodowany protezą ruchomą osiadającą na błonie śluzowej, wynoszący mniej niż 1,5-2,0 kPa, lub przerywany nacisk o wartości mniejszej niż 9,6 kPa nie powoduje resorpcji kości. Na podstawie klinicznych obserwacji w praktyce protetycznej stwierdza się nawet, że takie zminimalizowane i równomierne obciążenie zgryzowe za pośrednictwem prawidłowo skonstruowanych protez jest czynnościowym bodźcem hamującym procesy zanikowe struktur kostnych.

PROCESY ODBUDOWY STRUKTUR KOSTNYCH – FAZY GOJENIA KOŚCI

Gojenie kości przebiega w dwóch fazach, tj. w fazie wysiękowej (zapalnej) i fazie poliferacyjnej (ryc. 1). Na poziomie komórkowym następuje migracja monocytów krwi, które w wyniku aktywności cytokin inicjują najpierw procesy zapalne a następnie proliferacyjne [7]. Cytokiny są proteinami o działaniu pobudzającym namnażanie komórek (mitogeneza) i/lub powodującym ich różnicowanie (morfogeneza). W procesie morfogenezy następuje  przekształcanie się komórek mezenchymalnych w preosteoblasty i dojrzałe osteoblasty (ryc. 2).

Proces angiogenetycznej rekonstrukcji kości dokonuje się w wyniku jednoczesnego mitogennego i morfogennego oddziaływania czynnika VEGF (Vascular Endothelial Growth Factor) na angioblasty i komórki śródbłonkowe. Mitogeniczny i morfogeniczny wpływ czynnika TGF-β (Transforming Growth Factor Beta) i BMP (Bone Morphogenetic Proteins) na fibroblasty i osteoblasty powoduje ekspresję matrycy pozakomórkowej (np. włókna kolagenowe i elastyczne) oraz protein matrycy kostnej. W fazie proliferacji następuje uwalnianie kolagenu I, II, IV, IX, X stanowiącego ważny składnik matrycy kostnej. Osteogenne substancje, takie jak: osteokalcyna, SPARC (osteonektyna), OPN (osteopontyna), ALP (fosfataza zasadowa kostna)) i BSP (sialoproteina kostna) pobudzają dojrzewanie pozakomórkowych składników matrycy. Następuje wówczas stopniowy proces biologicznej mineralizacji, w wyniku którego tworzy się dojrzała struktura kostna.

Proces wstępnej mineralizacji i dojrzewania matrycy (osteoidu) trwa ok. 10 dni. W okresie 6-12 miesięcy, w wyniku nagromadzenia mineralnych składników kości, dochodzi do jej finalnej mineralizacji. Wówczas 90% matrycy nieorganicznej stanowi fosforan wapnia, a 10% – węglan wapnia. Wapń w formie kryształków hydroxyapatytu jest rozmieszczony wzdłuż włókien kolagenowych. Ponieważ włókna te tworzą splot, kość taka jest określana mianem kości splotowej [3, 9]. Sposób ułożenia włókien kolagenowych pod wpływem sił ciągnących i nacisku powoduje powstanie beleczek kostnych równoległych do działających sił. Jest to proces wytwarzania się struktury zwanej kością blaszkową, który trwa ok. 12 miesięcy [3, 9].

W procesie tzw. „wgajania” biologicznie biozgodnych materiałów (implantów) histologicznie obserwuje się te same zjawiska, jakie zachodzą w trakcie gojenia ran kostnych – z tą jednak różnicą, że po wprowadzeniu implantu do nawierconego kanału kostnego dochodzi dodatkowo reakcja na ciało obce z przejściowymi oznakami zapalenia, a nawet rodzajem śladowej martwicy (wg niektórych autorów o zasięgu do 0,5 mm). W tej fazie stwierdzaną histologicznie reakcją na ciało obce jest m.in. pojawienie się makrofagów i wielojądrzastych komórek olbrzymich. Z praktycznego punktu widzenia pozytywnym zjawiskiem śródzabiegowym jest obecność krwi w łożu kostnym, co sprawia, że przylegająca do powierzchni implantu warstwa skrzepu ulega organizacji z udziałem granulocytów i preosteoblastów. W konsekwencji dochodzi do zamknięcia szpary między implantem a powierzchnią łoża kostnego przez koncentrycznie ułożone blaszki kostne. Jeżeli szpara ta jest szersza niż 0,2 mm, tworzy się najpierw kostnina i kość splotowa, która w ciągu kilku miesięcy przebudowuje się w kość blaszkowatą. W kości żywej procesy te można obserwować za pomocą kamery optycznej.

WSPOMAGANIE PROCESÓW PRZEBUDOWY KOŚCI PRZEZ CZYNNIKI WZROSTOWE I BIAŁKA MORFOGENETYCZNE

Poprawę przebiegu procesów gojenia kości umożliwia zastosowanie cytokin TGF-β1 (działanie mito- i morfogeniczne) oraz frakcji protein BMP (Bone Morphogenetic Proteins). BMP to osteoindukcyjne białka wchodzące w skład matrycy kostnej [9]. Frakcje protein BMP stosuje się do regeneracji uszkodzonych kości, a ich pozyskiwanie odbywa się na drodze wyodrębnienia z kości lub syntezy. Stwierdzono, że ludzkie rekombinowane białko morfogenetyczne kości (RhBMP) i inne cytokiny umożliwiają egzogenną indukcję procesu wzrostu kości [3, 9]. Obecnie poznano i opisano 13 rodzajów BMP [3, 9, 10]. Osteoindukcyjne oddziaływanie wykazują proteiny BMP-2, 3-7 i 9, a każda z nich może wywołać podział i różnicowanie komórek mezenchymalnych, a więc spełnia kryteria morfogenezy. BMP inicjują procesy regeneracji kości i prawdopodobnie dają początek procesom przekształcania komórek mezenchymalnych w chondroblasty [3, 9, 10]. Stwierdzono, że zdecydowanymi regulatorami procesów związanych z odnową struktur kostnych są białka morfogenetyczne kości BMP2, BMP4, BMP7 oraz następujące cytokiny uważane za czynniki wzrostu: TGF-β1 i TGF-β2, PDGF, IGF-1 [9, 10].

Trombocyty zawierają w α-ziarnistościach następujące cytokiny: transformujący czynnik wzrostu (Transforming Growth Factor TGF-β1 i TGF-β2), płytkopochodny czynnik wzrostu (Platelet Derived Growth Factor PDGF ) oraz Insulin Like Growth Factor (IGF-1).

W wyniku izolacji masy płytkowej z krwi obwodowej otrzymuje się koncentrat bogaty w osteogenne czynniki wzrostowe, znane pod nazwą Platelet Rich Plasma (PRP). Jest to surowica wzbogacona (2–6-krotnie) w trombocyty – aby je otrzymać, należy przed operacją pobrać krew od pacjenta i odwirować metodami laboratoryjnymi (m.in. oddzielić leukocyty). Zatem dzięki izolacji masy płytkowej z krwi obwodowej uzyskuje się koncentrat trombocytów PRP o wysokiej czystości i sprawdzonej efektywności [11]. Cytokiny z trombocytów (mitogeny) oddziałują głównie w fazie proliferacji i pobudzają podział komórek, angiogenezę oraz aktywują makrofagi. TGF-β stymuluje zwłaszcza chemotaksję i mitozę m.in. preosteoblastów i fibroblastów.

Zastosowanie Platelet Rich Plasma w połączeniu z przeszczepami kostnymi może skutecznie przyspieszyć proces przebudowy kości i zwiększyć jej gęstość [12, 13].

UWARUNKOWANIA ZWIĄZANE Z PROCESEM GOJENIA TKANEK MIĘKKICH

W celu uniknięcia powikłań – po implantacji lub po zastosowaniu przeszczepów kostnych – spowodowanych niedokrwieniem i zakłóceniami w przebiegu procesu gojenia pozabiegowego kości, niezbędne jest postępowanie zmierzające do aktywizacji procesów gojenia pokrywającej kość tkanki miękkiej, a zwłaszcza jej unaczynienia. 

O jakości łoża implantacyjnego decyduje nie tylko stopień unaczynienia kości, lecz w szczególności poziom waskularyzacji otaczającej tkanki miękkiej. Negatywny wpływ na możliwości regeneracyjne tkanek miękkich ma naświetlanie promieniami RTG, rozległy stan zapalny, niektóre schorzenia ogólne (np. cukrzyca, angiopatie) lub wielokrotne zabiegi, których skutkiem jest zbliznowacenie. Warunkiem prawidłowego gojenia kości jest jej szczelne i bez napięcia przykrycie przez tkanki miękkie. W praktyce klinicznej problem polega na tym, że zwykle występuje deficyt tkanki miękkiej w okolicach planowanego przeszczepu kości i regeneracji, często połączonej z implantacją.

Gojenie pokrywającej kość tkanki miękkiej po zabiegach implantacji lub augmentacji kości charakteryzuje się złożonymi procesami o różnym czasie trwania, ulegającymi wpływowi wielu czynników i wzajemnych zależności (ryc. 3).

Procesy te wg chronologii ich przebiegu dzielą się na:

1) fazę zapalną (czas trwania 3–7 dni),

2) fazę proliferacyjną (czas trwania 1–3 tygodnie),

3) fazę tworzenia blizn (czas trwania 3 miesiące–1,5 roku).

W fazie zapalnej początkowe przyleganie leukocytów do komórek śródbłonka naczyniowego odbywa się z udziałem glikoprotein, które są przekazywane jako mediatory z grupy selektyn [11]. L-selektyna znajduje się na powierzchni przemieszczających się leukocytów, a E- i P-selektyna na powierzchni komórek śródbłonka naczyniowego [14]. Po aktywacji E- i P-selektyny przez cytokiny i interleukinę (IL)-1β przekazywane są białka sygnałowe – następuje wiązanie leukocytów z błoną komórkową komórek śródbłonka oraz migracja leukocytów do tkanki okołonaczyniowej [15]. W wyniku agregacji i degranulacji trombocytów przez makrofagi, komórki śródbłonka i fibroblasty zostają uruchomione dalsze procesy migracji, proliferacji i waskularyzacji. Pośredniczą w tym liczne cytokiny, które dają początek mitotycznej aktywności elementów komórkowych oraz ekspresji innych cytokin lub składników syntezy tkanki, takich jak kolagen [16] i glikoproteiny (ryc. 3).

Oprócz biorących udział w odczynie zapalnym cytokin IL-1, IL-3, IL-11, TNF-α, które aktywują makrofagi i limfocyty, w procesie gojenia duże znaczenie mają zwłaszcza cytokiny przyspieszające wzrost, tj. PDGF, TGF-β1−3, b-FGF2 i VEGF, gdyż w zależności od stężenia aktywują one albo wstrzymują procesy proliferacyjne lub też uwalniają czynniki angiogenetyczne i powodują tym samym albo zwłóknienie albo waskularyzację w procesie angiogenezy (ryc. 4) [17, 18, 20]. Pod koniec fazy proliferacyjnej oprócz proliferacji śródbłonka i fibroblastów tworzy się kolagen i następuje obkurczanie ran. Jest to faza tworzenia blizn.  Choroby przemiany materii, takie jak cukrzyca, prowadzą do obniżenia sprawności procesów gojenia rany poprzez zmniejszoną ilość kolagenu i fibroblastów w fazie proliferacji oraz poprzez degenerację mikronaczyniową połączoną ze zmianami w tkance podnabłonkowej, prowadzącą do zablokowania śródbłonkowych mechanizmów regeneracyjnych.

ODNIESIENIA DO PRAKTYKI KLINICZNEJ

Z praktycznego punktu widzenia ważne jest spostrzeżenie, iż po wielokrotnych operacjach pozostaje bliznowata tkanka, która w porównaniu z naturalną błoną śluzową jamy ustnej jest słabo unaczyniona. Dlatego też, podczas zabiegów implantacyjnych lub augmentacyjnych, w trakcie wykonywania cięć w celu utworzenia płata, należy postępować tak, by zminimalizować uszkodzenia naczyń krwionośnych. Sposobem na to jest również minimalizowanie zasięgu cięć w zakresie tkanek miękkich i odwarstwiania płata śluzówkowo-okostnowego, prawidłowe ich zaplanowanie i wykonanie bez nadmiernej traumatyzacji. W przypadkach, gdy kolejna operacja odbywa się po upływie 2–3 tygodni od poprzedniej, błona śluzowa nie wykazuje dostatecznej wytrzymałości, gdyż m.in. w tak krótkim czasie nie wytwarza się jeszcze w pełni dojrzała powłoka kolagenowa. W praktyce jest to problem związany z zabiegiem tzw. „odsłonięcia implantów” w chirurgicznym postępowaniu dwufazowym, gdy jest on wykonywany w nieodległym terminie od implantacji, a co ma miejsce w przypadkach wczesnego obciążenia wszczepów filarowych konstrukcjami protetycznymi.

Obserwacje kliniczne wskazują, że głównymi przyczynami zaburzeń gojenia poimplantacyjnego – zarówno w obrębie struktur kostnych, jak też tkanek miękkich – są niekorzystne warunki miejscowe, zaniedbania higieniczne i niestosowanie się pacjenta do wskazań pozabiegowych oraz wczesne i niewłaściwe obciążenie wszczepów, a zwłaszcza błędy w technice zabiegowej, jak np.: zaniedbania sterylizacyjne, niedostateczne chłodzenie w trakcie opracowywania łoża kostnego, tępe instrumenty i nadmierna traumatyzacja tkanek miękkich. Zwłaszcza ta ostatnia, wynikająca ze zbędnego rozszerzania pola operacyjnego, ale też nadmiernego ucisku tkanek okolicznych (np. hakami), prowadzić może do: obrzęków, powstawania krwiaka, złego ukrwienia w wyniku ruchomości niestarannie zszytych płatów błony śluzowej, itp.

Efektem prawidłowego przebiegu procesów gojenia pozabiegowego tkanek miękkich jest wytworzenie się wokół implantowanego filaru łącznotkankowego zamknięcia. Dla potrzeb praktycznych przyjmuje się, że proces gojenia poimplantacyjnego tkanek miękkich można uznać za zakończony po trzech tygodniach od zabiegu pod warunkiem, że nie wystąpiły powikłania oraz gdy zapewniono opisane wyżej warunki biologiczne dla angiogenezy i odżywiania tkanek. W odniesieniu do procesów gojenia w zakresie struktur kostnych ważne dla praktyki implantologicznej jest stwierdzenie, że przyspieszenie przebudowy kości oraz zwiększenie jej gęstości można osiągnąć przez zastosowanie koncentratu, zawierającego osteogenne czynniki wzrostowe (PRP).

..............................................................................................................................................................

PIŚMIENNICTWO

1.    Terai  K., Takano-Jakamoto T., Ohba Y., Hiura K., Sugimoto M., Sato M., Kawahata H., Inaguma N., Kitamura Y., Nomura S.: Role of osteopontin in bone remodeling caused by mechanical stress. J Bone Miner Res 1999; 14: 839.

2.    McGurk M., Barker G., Grime P.D.: The trephlig of bone from iliac crest an anterior approach. Int J Oral Maxillofac Surg 1993; 22: 87.

3.    Neukam F.W., Hausamen J.E., Scheller H.: Mőglichkeiten und Grejzen der Implantologie beim älteren Pateenten. Dtsch Zahnärztl Z 1989; 44: 490.

4.    Teitelbaum S.L.: Bone Resorption by Osteoclasts. Science 2000; 289: 1504.

5.    Ohba Y., Ohba T., Terai K., Mriyama K.: Experssion of cathepsin K mRNA durig expetimental tooth movement In rat as revealed by In situ hybridization. Arch Oral Biol 2000; 45: 63.

6.    Mori S., Sato T., Hara T., Nakashima K., Minagi S.: Effect of continous pressure on histopathological changes In denture-supporting tissues. J Oral Rehabil 1997; 24: 37.

7.    Lorenz H.P., Longaker M.T.: Wounds Biology, Pathology and Management. In Horton J. A. Bollinger R. R., Chang A. E., Lowry S. J. Pass H. I. Thompson R. W. (eds) Surgery, Basic science and clinical evidence, ed. I.; New York 2000: 222.

8.    Sodek J., Cheifetz S.: Molecular regulation of osteogenesis. In Davies J. (ed): Bone Engineering ed I; Toronto 1999: 31.

9.    Rosen P.S., Summers R., Hellado J.R., Salkin L.M., Shanaman R.H., Marks M.H., Fugazzotto P.A.: The bone-added osteotomie sinus floor elevation technique: multicenter retrospective report of consecutively treated patients. Int J Oral Maxillofac Implants 1999; 14: 853.

10.    Schulze-Mosgau S., Scliephake H., Schulze-Mosgau S., Neukam F.W.: Soft tissue profile changes after autogenous iliac crest olany grafting for the extremely artrophic maxilla. J Oral Maxillofac Surg 2000; 58: 971.

11.    Springer T.A.: Trafic signals for multistep paradigm. Cell 1994; 7: 301.

12.    Schlegel K.A., Kloss F.R., Schlutze-Mosgau S., Neukam F.W., Wiltfang J.: Implantat-Einheilvorgange bei unterschiedlichen lokalen Knochenma*nahmen. Dtsch Zahnärztl Z 2002; 57: 194.

13.    Wiltfang J., Schegel A., Kessler P., Zimmermann R., Schulze-Mosgau S., Neukam F.W., Schlegel K.A.: Sinus-floor-elevation by beta-TCP versus beta-TCP plus platelet-enriched-plasma – a clinical and histological study. Clin Oral Impl Res 2003; 13: 1.

14.    Sanches-Garcia J., Atkins C., Pasvol G., Wilkinson R.J., Colon M.J.: Antygen-driven scedding of L-selectin from human gamma delta T cels. Implantology 1996; 89: 213.

15.    Tietz W., Allemand Y., Borgis E., von Laer D., Hallmann A.: CD4+ t cells migrate into inflamed skin only if they Express ligands for E-and P-selection. J Immunol 1998; 161: 963.

16.    Yang L., Qiu L., X., Ludlow A., Ferguson M.W.J., Brenner G.: Active transforming growth Factor- In wound repair. Am J Pathol 1999; 154: 105.

17.    Adzick N.S.: Woundhealing. Biologic and clinical features. Proc Am Plast Surg 2000; 12: 207.

18.    Bernstein E.F., Salomon G.D., Harisiadis L., Tabot T., Harrington F., Russo A., Ditto J.: Collage gene expression and wound strength In norma land radiator In wounds. A model of radiation-impaired wound. Prosth J Dermatol Surg Oncol 1993; 19: 564

19.    Duffy F.J., Maitz P.K.M., Hergrueter C.A., Pribaz J.J.: Maximizing flap survival In a prefabrication model exogenous and endogenous FGF, a New approach. M. Burgery 1996; 17: 176.

20.    Vegesna V., McBride W.H., Taylor J.M., Withers H.R.: The effects of interleukin-1 beta or transforming growth factor-beta on radiation-imparied murine skin wound healing. J Surg Res 1995; 59: 699.

..............................................................................................................................................................

© Stanisław Majewski, Piotr Majewski

..............................................................................................................................................................

*Adres do korespondencji

Stanisław Majewski
Katedra Protetyki Stomatologicznej
Instytut Stomatologii CM UJ
31-155 Kraków, ul. Montelupich 4

Pracę nadesłano: 16.04.2009 r.
Przyjęto do druku: 25.05.2009 r.

Praca recenzowana